<html dir="ltr">
<head>
<meta http-equiv="Content-Type" content="text/html; charset=iso-8859-1">
<style type="text/css" id="owaParaStyle">P {margin-top:0;margin-bottom:0;}</style>
</head>
<body ocsi="0" fpstyle="1">
<div style="direction: ltr;font-family: Verdana;color: #000000;font-size: 10pt;">
Hi Dez, <br>
<br>
Some years ago I used to work with adenovirus. Our protocol was to, at the end of our plunging run, move everything to one side of the BSL hood. Have a couple of biohazard trash bags available and some bleach and ethanol. We used to have one of these surgical
 mini containers, filled with ethanol and soak everything that was metal or plastic in that for at least 15 mins. Then have a 20% bleach solution (I may be wrong on the %, this was a few years ago), and with paper towels clean the "empty" side of the hood first,
 where you moved stuff from. The strategy was to wipe clean everything as far as the eye could see and as far as the arm could reach. We'd wipe the sides, the cables, the glass. Everything. And you kept doing this until everything was wiped clean. Dunk the
 tweezers, Vitrobot plastic caps (for the blotting pads), the tool to close the grid boxes, etc in the surgical ethanol tray. For the Vitrobot, wipe as far as you could reach with ethanol (I think I used to do it twice, just in case). When I got to the side
 where I'd moved things to, I'd one by one wipe them clean (this could be the pipettor, tip box, etc) and move it to the clean side and continue cleaning until all the hood had been wiped clean. 
<br>
<br>
When I was done, I'd tape the red bad twice and double bag it. Then, I'd take a new bag and take my lab coat off (disposable, of course) and gloves off, and double bag it and tape it. Then we called EHS to schedule a pick up and left the bio hazard trash in
 a designated place for them pick up. The ethane cup used to be plastic way back when, so that got wiped too (with ethanol).
<br>
<br>
As far as I remember we never had any contamination issues with adeno, and no user ever got sick. But of course, if you have something more serious than adeno you'll want to be even more careful. Our hood here also has a UV light, so if I remember correctly,
 we also used to leave it on for a bit (15-30mins?). <br>
<br>
When I came back to Vandy I also found that Phoebe's lab had purchased some glutaraldehyde wipes, so that's another option. Strong stuff like bleach, ethanol and cross-linkers or fixatives work well, in my experience.
<br>
<br>
I wish I'd kept the protocol we wrote. I remember having EHS visit once and Phoebe asking me to write our protocol so it would be approved, but alas, I kept no copies of that with me.
<br>
<br>
Good luck!<br>
<br>
Mariena<br>
<div><br>
<div style="font-family:Tahoma; font-size:13px">
<div style="font-family:Tahoma; font-size:13px">
<div style="font-family:Tahoma; font-size:13px">
<div style="font-family:Tahoma; font-size:13px">
<div style="font-family:Tahoma; font-size:13px"><font face="Helvetica"><font color="003366"><font size="2"><span style="font-size:10pt">Mariena Silvestry Ramos, PhD<br>
Senior Research Specialist -</span></font></font></font><font face="Helvetica"><font color="003366"><font size="2"><span style="font-size:10pt"><font face="Helvetica"><font color="003366"><font size="2"><span style="font-size:10pt"> CryoEM Facility</span></font></font></font>
<br>
Center for Structural Biology<br>
Vanderbilt University<br>
Medical Center North, Suite RR1207<br>
Nashville, TN  37232-8325<br>
ph. 615-322-4671</span></font></font> </font></div>
</div>
</div>
</div>
</div>
</div>
<div style="font-family: Times New Roman; color: #000000; font-size: 16px">
<hr tabindex="-1">
<div style="direction: ltr;" id="divRpF551269"><font color="#000000" face="Tahoma" size="2"><b>From:</b> 3dem [3dem-bounces@ncmir.ucsd.edu] on behalf of Benefield, Desiree [DBenefield@morgridge.org]<br>
<b>Sent:</b> Wednesday, April 22, 2015 11:09 AM<br>
<b>To:</b> 3dem@ncmir.ucsd.edu<br>
<b>Subject:</b> [3dem] Vitrobot and BSL 2 virus plunging<br>
</font><br>
</div>
<div></div>
<div>
<div style="direction:ltr; font-family:Tahoma; color:#000000; font-size:10pt">Dear colleagues,
<div><br>
</div>
<div>
<div style="font-size:13.3333330154419px">I am a post-doc at the University of Wisconsin at Madison. I am also assisting with all things related to biological cryo-EM for our EM facility. </div>
<div style="font-size:13.3333330154419px"><br>
</div>
<div style="font-size:13.3333330154419px">We have some users who would like to use our Vitrobot to freeze cells that are infected with a BSL 2 virus. I am aware that we should do this plunging in a biosafety cabinet/hood but I have yet to find any advice for
 cleaning the Virobot cabinet post plunge. I was wondering if you might be able to offer any advice? Also, do you know what would be an appropriate way to decontaminate the plunging forceps and ethane cup?</div>
<div style="font-size:13.3333330154419px"><br>
</div>
<div style="font-size:13.3333330154419px">Any advice would be sincerely appreciated.</div>
<div style="font-size:13.3333330154419px"><br>
</div>
<div style="font-size:13.3333330154419px">With many thanks,</div>
<div style="font-size:13.3333330154419px">Desirée </div>
</div>
</div>
</div>
</div>
</div>
</body>
</html>